ارزیابی توان آنتی اکسیدانی لاکتوباسیلوس پلانتاروم (Lactobacillus plantarum) ریزپوشانی شده با آلژینات/کیتوزان در فیل ماهی جوان Huso huso

نوع مقاله : بیماری ها

نویسندگان

1 دانشکده علوم دریایی، دانشگاه دریانوردی و علوم دریایی چابهار، چابهار، ایران

2 گروه علوم درمانگاهی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه شهید چمران اهواز، اهواز، ایران

چکیده

استفاده از پروبیوتیک­ ها در آبزی­ پروری به دلیل اثرات مفید در سلامت ماهی رشد فزاینده ­ای داشته است. یکی از مشکلات اصلی استفاده از پروبیوتیک­ ها غیرفعال شدن آن ها در شرایط معدی – روده­ ای ماهی است، محافظت پروبیوتیک ­ها با پوشش ­های فیزیکی توان پروبیوتیکی آن­ ها را بهبود می­ بخشد، لذا در این تحقیق اثر ریز­پوشانی باکتری پروبیوتیکی لاکتوباسیلوس پلانتاروم (Lactobacillus plantarum) با نانوذرات آلژینات/کیتوزان بر ویژگی­ های پروبیوتیکی آن در شرایط برون­تنی (Invitro) و نیز اثرات پروبیوتیکی آن در فیل­ ماهی جوان (Huso huso) ارزیابی شد. ابتدا اثر ریزپوشانی باکتری بر ویژگی­ های پروبیوتیکی باکتری در شرایط برون­تنی شامل: تحمل pH، تحمل صفرا، زنده ­مانی در شرایط مشابه معدی- روده ­ای بررسی شد، سپس اثر پروبیوتیک در فیل ­ماهی جوان مورد ارزیابی قرار گرفت. بدین منظور تعداد 480 قطعه فیل­ ماهی با میانگین وزنی  2/8±27/2 گرم به چهار تیمار در سه تکرار به ­صورت زیر تقسیم شدند: تیمار 1 T با خوراک حاوی آلژینات/کیتوزان بدون پروبیوتیک، 2 T با خوراک حاوی پروبیوتیک ریزپوشانی شده با آلژینات/کیتوزان، 3 T با خوراک حاوی پروبیوتیک بدون پوشش و گروه شاهد با خوراک پایه تغذیه شدند. ماهیان به­ مدت 60 روز با جیره­ های آزمایشی تغذیه شدند. پس از اتمام دوره آزمایش، تیمار­ها به­ مدت 15 روز با غذای فاقد پروبیوتیک غذادهی شدند. نمونه­ گیری از ماهیان در روزهای 30، 60 و 75 تحقیق انجام گرفت و آنزیم ­های اکسیداتیو و آنزیم­ های کبدی در روزهای 30، 60، 75 مورد بررسی قرار گرفتند. نتایج مرحله اول تحقیق نشان داد بیش ­ترین میزان پراکسید دیسموتازو گلوتاتیون پراکسیداز در تیمار تغذیه شده با آلژینات/کیتوزان و پلانتاروم ریزپوشانی شده در روزهای 30 و 60، بیش ­ترین میزان فعالیت مالون دی­آلدئید در تیمار تغذیه شده با پلانتاروم ریزپوشانی شده در روز 30 مشاهده شد و بیش ­ترین میزان فعالیت کاتلاز در تیمار تغذیه شده با پلانتاروم در روز 30 مشاهده شد. به­ نظر می ­رسد ریزپوشانی باکتری با نانوذرات کیتوزان/آلژینات کارایی پروبیوتیکی باکتری لاکتوباسیلوس پلانتاروم را بهبود بخشید (0/05>P) و توانسته است عملکرد مثبت پروبیوتیک را بهبود بخشد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Evaluation anti oxidant potential Lactobacillus plantarum nano/microencapsulated by alginat/chitosan on great sturgeon (Huso huso)

نویسندگان [English]

  • Seraj Bita 1
  • Takavar Mohammadian 2
  • Rasul Naseri pouttaklo 1
1 Department of fisheries, Faculty of marine sciences, Chabahar maritime university, Chbahar, Iran.
2 Department of Clinical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, Shahid Chamran University of Ahvaz, Ahvaz, Iran
چکیده [English]

The consumption of probiotics in aquaculture is constantly growing due to the numerous benefits conferred on the fish health. Degradation of probiotics in gastrointestinal tract is one of the most important challenges in probiotic efficacy. Encapsulating probiotics within a physical barrier has been found to increase probiotic viability in fish gastrointestinal tract. In this study the effect of encapsulation of Lactobacillus plantarum with alginate/chitosan nano-particles in in vitro situation and their effects in Huso huso were evaluated. Firstly, in vitro probiotic properties, including: pH and bile resistances, gastrointestinal juice tolerance was evaluated. Then effects of encapsulated probiotic were evaluated in Huso huso. 480 juvenile H. huso were randomly divided into four treatments in triplicates. Fish in T1 were fed with alginate/chitosan enriched free probiotic diet, T2 received encapsulated L. plantarum, T3 received bacteria without any encapsulation and T4 received basic diet as a control group. All treatments fed with experimental diets for 60 days and study lasted for 15 days with control diet in all fish. Fish samples were taken on days 30, 60 and 75 and biochemical, anti-oxidant enzyme and liver enzyme compared among the treatments. Results of first phase of study showed that mostly all probiotic properties of encapsulated bacteria were more appropriate than control treatment (P<0.05). The higher activity of glutathione peroxidase enzyme and superoxide dismutaseof plasma were observed in treatment fed with L. plantarum nano/microencapsulated and alginate/chitosan at day 30 and 60, whereas higher activity Malondialdehyde (MDA) of plasma was observed in treatment fed with L. plantarum nano/micro-encapsulated at day 30 and higher catalase activity of plasma was observed in treatment fed with L. plantarum at day 30. Then it can be concluded that nano encapsulation of L. plantarum with alginate/chitosan not only improved in vitro probiotic effects of L. plantarum, but also it can increase growth performance indices and immunological parameters of H. huso and could improve the positive performance of probiotics activity.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Lactobacillus plantarum
  • nano/microencapsulated alginate/chitosan
  • Anti-oxidant enzyme
  • Huso huso

مراجع

  1. سال­نامه آماری سازمان شیلات ایران. 1392. سازمان شیلات ایران، معاونت برنامه ­ریزی و توسعه مدیریت، دفتر برنامه و بودجه.
  2. محمدیان، ت.، 1392. ارزیابی توان پروبیوتیکی و تحریک کنندگی ایمنی برخی لاکتوباسیلوس ­های جدا شده از روده ماهی شیربت Barbus grypus  . پایان­ نامه دوره دکترای تخصصی، دانشگاه شهید چمران اهواز، دانشکده دامپژشکی. 184صفحه.
  3. Ai, Q.; Xu, H.; Mai, K.; Xu, W.; Wang, J. and Zhang, W., 2011.  Effects of dietary supplementation of Bacillus subtilis and fructooligosccharide on growth performance, survival, non-specific immune response and disease resistance of juvenile Large Yellow Croaker, Larimichthys crocea. Aquaculture. Vol. 317, pp: 155-161.
  4. Arıg, N.; Suzer, C.; Gokvardar, A.; Basaran, F.; Coban, D.; Yildirim, S.H.; FIrat, K. and Saka, S., 2013. Effects of probiotic (Bacillus sp.) supplementation during larval development of Gilthead Sea bream (Sparus aurata, L.). Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. Vol. 13, No. 3, pp: 19-25.
  5. Ellman, G.l., 1959. Tissue sulfhydryl groups. Archive of Biochemistry and Biophysics. Vol. 82, pp: 70-77.
  6. FAO. 2010. The State of World Fisheries and Aquaculture. Rome. 180 p.
  7. Fuller, R., 1989. Probiotics in man and animals. J. Appl. Bacteriol. Vol. 66, pp: 365-378.
  8. Halliwell, B. and Gutteridge, J.M.C., 1999. Free radicals in biology and medicine. 3 rd edn. New York: Oxford University Press, Inc.
  9. Hartanti, A.W., 2010. Evaluation of antidiarrheal activity of Lactobacillus isolates from breast milk. Bogor: Bogor Agricultural University, MSc thesis.
  10. Hasting, B.E. and Gascoyne, S.C., 1992. Trace mineral levels in guanaco. Research in Veterinary Science. Vol. 131, pp: 14-15.
  11. Huiyi, S.; Weiting, Y.; Meng, G; Xiudong, L. and Xiaojun, M., 2013. Microencapsulated probiotics using emulsification technique coupled with internal or external gelation process. Carbohydrate Polymers. Vol. 96, pp: 181-189.
  12. Irianto, A. and Austin, B., 2002. Probiotics in aquaculture. Journal of Fish Diseases. Vol. 25, pp: 633-642.
  13. Koroluk, M.; Ivanova, L.; Majorova, I. and Tokarev, V., 1988. Method for determination ofcatalase activity Laboratory Work Laboratornoe Delo, in, in Russian. Vol. 11, pp: 16-19.
  14. Kullisaar, T.; Songisepp, E.; Aunapuu, M.; Kilk, K.; Arend, A. and Mikelsaar, M., 2003. Antioxidative probiotic fermented goats' milk decreases oxidative stress- mediated atherogenicity in human subjects. Br J Nutr. Vol. 90, No. 2, pp: 449-456.
  15. Mann, T. and Keilin, D., 1938. Haemocuprein, copper-protein compounds of blood and liver in mammals. Proceedings of the Royal Society of London B, 126: 303-315.
  16. McCord, J.M. and Fridovich, I., 1969. Superoxide dismutase, an enzymatic function for erythrocuprein. The Journal of Biological Chemistry. Vol. 244, pp: 6049-6055.
  17. Martı´nez-Alvarez, R.M.; Morales, A.E. and Sanz, A., 2005. Antioxidantdefenses in fish: biotic and abiotic factors. Review Fish Biology &Fisheries. Vol. 15, pp: 75-88.
  18. Merrifield, D. and Ringo, E., 2014. Aquaculture nutrition: Gut health, probiotics and prebiotics. Oxford, UK: Wiley Blackwell. pp: 401-418.
  19. Mikelsaar, M. and Zilmer, M., 2009. Lactobacillus fermentum ME 3 an antimicrobial & antioxidative probiotic. Microbial Ecology in Health and Disease. Vol. 21, pp: 1-27.
  20. Mona, M.H.; Rizk, E.S.T.; Salama, W.M. and Younis, M.L., 2015. Efficacy of probiotics, prebiotics, and immunostimulant on growth performance & immunological parameters of Procambarus clarkii juveniles. The Journal of Basic & Applied Zoology. Vol. 69, pp: 17-25.
  21. Moss, D.W. and Henderson, A.R., 1999. Clinical enzymology. In: Burtis, C.A. and Ashwood, E.R., Editors. Tietz Textbook of Clinical Chemistry. 3rd edition. Philadelphia: W.B Saunders Company. pp: 617-721.
  22. Nabas, Z.; Haddadin, M.; Haddain, J. and Nazer, I.K., 2014. Chemical Composition of Royal Jelly and Effects of Synbiotic with Two Different Locally Isolated Probiotic Strains on Antioxidant Activities. Pol. J. Food Nutr. Sci. Vol. 64, No. 3, pp: 171-180.
  23. Peran, L.; Camuesco, D.; Comalada, M.; Nieto, A.; Concha, A. and Adrio, J.L., 2009. Lactobacillus fermentum, a probiotic capable to release glutathione, prevents colonic inflammation in the meta-analysis. East Mediterr Health J. Vol. 15, No. 3, pp: 591-599.
  24. Rahayu, W.P.; Astawan, M.; Wresdiyati, T. and Mariska, S., 2013. Antidiarrheal and antioxidative capability of synbiotic yogurt to the rats. International Food Research Journal. Vol. 20, No. 2, pp: 703-709.
  25. Rahman, M.M.; Islam, M.N.; Islam, M.W. and Kabir, S.M.L., 2004. Kamruzzaman SM. Effects of probiotics supplementation on growth performance and certain haemato- biochemical parameters in broiler chickens. Bangladesh J Vet Med. Vol. 2, No. 1, pp: 39-43.
  26. Reyes-Becerril, M.; Salinas, I.; Cuesta, A.; Meseguer, J.; Tovar-Ramirez, D.; Ascencio-Valle, F. and Esteban, M.A., 2008. Oral delivery of live yeast Debaryomyces hansenii modulates the main innate immune parameters and the expression of immune-relevant genes in the gilthead seabream (Sparus aurata L.). Fish & Shellfish Immunology. Vol. 25, pp: 731-739.
  27. Scoll, P.F.; McCoy, L. and Kensler, T.W., 2009. Groopman JD. Quantitative analysis and chronic dosimetry of the aflatoxin B1 plasma albumin adduct Lys-AFB1 in rats by isotope dilution mass spectrometry. Chem Res Toxicol. Vol. 19, No. 1, pp: 44-49.
  28. Weifen, L.; Xiaoping, Z.; Wenhui, S.; Bin, D.; Quan, L.; Luoqin, F.; Jiajia, Z.; Yue, W. and Dongyou, Y., 2012. Effects of Bacillus preparations on immunity and antioxidant activities in grass carp (Ctenopharyngodon idella). Fish Physiology and Biochemistry. Vol. 38, pp: 1585-1592.
  29. Zhang, C.N.; Li, X.F.; Xu, W.N.; Jiang, G.Z.; Lu, K.L.; Wang, L.N. and Liu, W.B., 2013. Combined effects of dietary fructooligosaccharide and (Bacillus licheniformis) on innate immunity, antioxidant capability and disease resistance of triangular bream (Megalobrama terminalis). Fish and Shellfish Immunology. Vol. 35, pp: 1380-1386.
  30. Ziaei, H.; Karimi Torshizi, M.A.; Bashtani, M.; naeemipour, H. and Zeinali, A., 2009. Efficiency evaluation of antibiotic growth promoter's alternatives on immune response and some blood metabolites in broiler chickens. J Agri Sci Nat Resour. Vol. 16, No. 2, pp: 1-13.

 

فصلنامه محیط زیست جانوری
دوره 10، شماره 1
فروردین 1397
صفحه 249-256

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار