تفاوت واریانت‌های نوکلئوتیدی اختصاصی بین ژن‌های آمیلوژنین X وY : ابزاری مناسب برای تأیید جنسیت دام های اهلی

نوع مقاله : ژنتیک

نویسندگان

1 گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز، ایران

2 گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تهران، کرج، ایران

3 اداره کل حفاظت محیط زیست استان آذربایجان شرقی، تبریز، ایران

4 موسسه تحقیقات علوم دامی کشور، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرج، ایران

10.22034/aej.2020.122712

چکیده

در سیستم پرورش، اغلب یک جنس ارزش بیش ­تری از جنس دیگر دارد. هدف از پژوهش حاضر، استفاده از تفاوت واریانت ‌های نوکلئوتیدی اختصاصی بین ژن‌ های آمیلوژنین X و Y، برای تعیین جنسیت در علف ­خوران وحشی و اهلی (گوسفند، بز، گاو و گوزن) بود. بدین ­منظور، از تعداد کل 59 حیوان مورد مطالعه نمونه خون و سرگین تهیه شد و سپس استخراج DNA ژنومی توسط کیت تجارتی و براساس دستورالعمل الحاقی آن صورت پذیرفت. آغازگرهای مورد مطالعه، براساس مناطق محافظت شده در توالی ژن آمیلوژنین در بانک ژن و مطابق مرور منابع انجام شده انتخاب و سنتز گردید. متعاقباً، واکنش زنجیره پلی­مراز طبق پروتکل‌ های استاندارد موجود بهینه ‌سازی شد. نتایج پژوهش حاضر، وجود تفاوت الگوی باندی بین جنس نر و ماده را نشان داد. اندازه باند تکثیر شده توسط آغازگرهای یکسان، بسته به نوع گونه و هم ­چنین نژاد، داخل هر گونه متغیر بود اما الگوی تفکیکی تقریباً مشابهی را بین نر و ماده ایجاد می­ کرد. هم ­چنین، الگوهای الکتروفورزی، در بعضی گونه‌ها به ­طور اجتناب ناپذیری همراه یک باند کاذب بود که خوشبختانه در پروسه تعیین جنسیت اختلال ایجاد نمی ‌کرد. تخمین اندازه موثر جمعیت از روی نتایج حاصل در گوزن نشان داد تعداد نرها کم ­تر از حد معقول بود چراکه باید نسبت نر وماده در زمان جفتگیری متناسب باشد (معمولاً بسته به نژاد و سن گوزن نسبت 4(نر) به 12 (ماده) است). در نهایت تفاوت واریانت‌ های نوکلئوتیدی اختصاصی بین ژن‌ های آمیلوژنین را می ­توان ابزاری مناسب برای پیش انتخاب و شناسایی جنسیت دانست.

کلیدواژه‌ها


اکرامی، ب.، 1396. تولیدمثل گوزن قرمز خزری Cervus elaphus maral در پناهگاه حیات­ وحش سمسکنده، ساری. فصلنامه محیط زیست جانوری. دوره 10، شماره 4، صفحات 581 تا 584.
سیدشریفی،ر.؛ طاهرسولا، ه.؛ هدایت ­ایوریق، ن.؛ سیف­ دواتی، ج.؛ عبدی، ح. و بوستان، آ.، 1397. تحلیل اقتصادی گوسفند مغانی در طول چرخه تولید سالانه در دو سیستم مختلف پرورشی. فصلنامه محیط­ زیست جانوری. دوره 10، شماره 4، صفحات 99 تا 106.
Barbosa, A.M.; Fernández-García, J. and Carranza, J.A., 2009. New marker for rapid sex identification of red deer (Cervus elaphus). Hystrix It. J. Mamm. Vol. 20, No. 2, pp:  169-172.
Chen, A.Q., 2007. Sexing goat embryos by PCR amplification of X-and Y-chromosome specific sequence of the Amelogenin gene. Asian-Australas J Anim Sci. Vol. 20, pp: 1689-1693.
Farahvash, T.; Vaez Torshizi, R.; Masoudi, A.; Rezaei, H. and Tavallaei, M., 2016. AMELX and AMELY Structure and Application for Sex Determination of Iranian Maral deer (Cervus elaphus maral). Iranian Journal of Applied Animal Science. Vol. 6, pp: 963-968.
Gibson, C.; Golub, E.; Herold, R.; Risser, M.; Ding, W.; Shimokawa, H.; Young, M.; Termine, J. and Rosenbloom, J., 1991. Structure and expression of the bovine amelogenin gene. Biochemistry. Vol. 30, pp: 1075-1079.
Godfrey, R.; Dodson, R.; Bultman, J.; Tolleson, D.; Stuth, J. and Norman, A., 2001. Use of near infrared reflectance spectroscopy to differentiate pregnancy status and gender of hair sheep in the tropics. J. Anim. Sci. Vol. 79, No. 26.
Gokulakrishnan, P.; Kumar, R..; Sharma, B.; Mendiratta, S. and Sharma, D., 2012. Sex determination of cattle meat by polymerase chain reaction amplification of the DEAD box protein (DDX3X/DDX3Y) gene. Asian-Australas J Anim Sci. Vol. 25, No. 5, pp: 733-737.
Gour, D.S.; Dubey, P.P.; Jain, A.; Gupta, S.C.; Joshi, B.K. and Kumar, D., 2008. Sex determination in 6 bovid species by duplex PCR. JAG. Vol. 49, pp: 379-381.
Guttenbach, M.; Michelmann, H.; Hinney, B.; Engel, W. and Schmid, M., 1997. Segregation of sex chromosomes into sperm nuclei in a man with 47, XXY Klinefelter’s karyotype: a FISH analysis. Human genetics. Vol. 99, pp: 474-477.
Leroy, G.T.; Mary-Huard, E.; Verrier, S.; Danvy, E. and Charvolin, A., 2013. Methods to estimate effective population size using pedigree data: Examples in dog, sheep, cattle and horse.GSE. Vol. 45, pp: 1-8.
Mandrekar, P.V., 2002. Forensic extraction and isolation of DNA from hair, tissue and bone. Profiles DNA. Vol. 21, No. 5, pp: 11-13.
Mara, L.; Pilichi, S.; Sanna, A.; Accardo, C.;Chessa, B.; Chessa, F.; Dattena, M.; Bomboi, G. and Cappai, P., 2004. Sexing of in vitro produced ovine embryos by duplex PCR. Mol Reprod Dev. Vol. 69, pp: 35-42.
Mathai, C.; Ohno, S. and Beutler, E., 1966. Sex-linkage of the glucose-6-phosphate dehydrogenase gene in Equidae. Nature. Vol. 210, pp: 115-116.
Pfeiffer, I. and Brenig, B., 2005. X-and Y-chromosome specific variants of the amelogenin gene allow sex determination in sheep (Ovis aries) and European red deer (Cervus elaphus). BMC genetics. Vol. 6, pp: 16-22.
Qiao, Y.; Zou, F.; Wei, K. and Yue, B., 2007. A rapid sex identification test for the forest musk deer (Moschus berezovskii) based on the ZFX/ZFY gene. Zoological science. Vol. 24, pp: 493-496.
Salabi, F.; Nazari, M. and Cao, W., 2014. Cell culture sex determination and single cell cloning of ovine transgenic satellite cells in vitro. Journal of Biological Research. Vol. 12, pp: 56-68.
Salido, E.C.; Yen, P.; Koprivnikar, K.; Yu, L. and Shapiro, L., 1992. The human enamel protein gene amelogenin is expressed from both the X and the Y chromosomes. American journal of human genetics. Vol. 50, No. 2, pp: 303-316.
Samadi shams, S.; Zununi, V.; Soltanzad, F.; Kafil, V.; Barzegari, A.; Atashpaz, S. and Barar, J., 2011. Highly effective DNA extraction method from fresh, frozen, dried and clotted blood samples. Bio Impacts. Vol. 4, pp: 183-187.
Saravanan, T.; Nainar, A.; Kathaperumal, K. and Kumaresan, A., 2003. Sexing of Sheep Embryos Produced in vitro by Polymerase Chain Reaction and Sex-specific Polymorphism. Asian Australas J Anim Sci. Vol. 16, pp: 650-654.
Shi, L.; Yue, W.; Ren, Y.; Lei, F. and Zhao, J., 2008. Sex determination in goat by amplification of the HMG box using duplex PCR. Animal reproduction science. Vol. 105, pp: 398-403.
Sidorova, J.V.; Biderman, B.V.; Nikulina, E.E. and Sudarikov, A.B., 2012. A simple and efficient method for DNA extraction from skin and paraffin‐embedded tissues applicable to T‐cell clonality assays. Experimental dermatology. Vol. 21, pp: 57-60.
Stouthamer, R.; Luck, R.F. and Werren, J.H., 1992. Genetics of sex determination and the improvement of biological control using parasitoids. Environmental Entomology. Vol. 21, pp: 427-435.
Tolleson, D.R.; Osborn, R.G.; Stuth, J.W.; Ginnett, T.F. and Applegath, M.T., 2000. Determination of dietary tannin concentration in white-tailed deer via near infrared reflectance spectroscopy of feces. In: Proceedings of the 1st National Conference on Grazinglands, Las Vegas, Nevada, 5-8 December 2000, pp: 727-733.
Ventrella, D.; Elmi, A.; Barone, F.; Carnevali, G.; Govoni, N. and Bacci, M., 2018. Hair testosterone and cortisol concentrations in pre-and post-rut roe deer bucks: Correlations with blood levels and testicular morphometric parameters. Animals. Vol. 8, No. 7, pp: 113.
Wilson, P. and White, B., 1998. Sex identification of elk (Cervus elaphus canadensis), moose (Alces alces), and white-tailed deer (Odocoileus virginianus) using the polymerase chain reaction. Journal of Forensic Science. Vol. 43, pp: 477-482.
Yamauchi, K.; Hamasaki, S.-i.; Miyazaki, K.; Kikusui, T.; Takeuchi, Y. and Mori, Y., 2000. Sex determination based on fecal DNA analysis of the amelogenin gene in sika deer (Cervus nippon). J of JVMS. Vol. 62, pp: 669-671.
Zhou, Y.; Liu, J.; Jiang, X.; Li, S.; Yang, S. and Chen, A., 2013. A simple method to extract DNA from hair shafts using enzymatic laundry powder. PloS one 8, e69588.
Zhang, B.W.; Li, M.; Ma, L.C. and Wei, F.W., 2006. A widely applicable protocol for DNA isolation from fecal samples. Biochemical genetics. Vol. 44, pp: 503-512.